基于CRISPR/Cas9技术的烟草烟碱相关基因敲除及功能研究

CRISPR/Cas9是一种重要的基因组定向编辑技术,近年来在植物基因组的定向敲除和分子育种材料创制中得到了广泛应用。为了发掘可用于分子育种的低烟碱烟草,以烤烟品种K326为试验材料,利用CRISPR/Cas9基因组编辑技术对控制烟草烟碱合成和转运的5个基因（PMT1、QPT1、A622、NtNUP1和JAT1）进行定向敲除,并对T2代纯合基因型烟草植株进行烟碱含量检测。结果表明,定向敲除5个基因后获得100株成功编辑的T0代烟草植株,突变检出率为29.9%,突变类型以单碱基插入或删除为主。对定向敲除烟碱合成基因QPT1和转运基因JAT1的T1代纯合基因型烟草植株进行序列分析,发现存在4种突变类型,分别是插入一个T、C、A碱基的插入突变和一个缺失44个碱基的缺失突变,从而引发移码使得翻译的氨基酸链大幅缩短,其T2代植株上部叶烟碱含量显著低于野生型植株。综上所述,CRISPR/Cas9技术能够高效定向敲除烟碱关键基因,为低烟碱烟草分子育种提供了理论和技术支撑。     

利用CRISPR/Cas9技术的烟草NtLS基因敲除分析

为了培育无腋芽或少腋芽烟草,基于CRISPR/Cas9系统,对烟草NtLS基因进行靶向基因组编辑,构建了2个特异靶向NtLS基因的CRISPR/Cas9载体cLS1和cLS2,并借助农杆菌介导的烟草转基因技术转化烤烟品种K326,获得20株抗卡那霉素的阳性烟株。10株阳性烟株经过PCR扩增、测序和比对,检测到2株发生蛋白翻译错误的T_0突变烟株。研究结果不仅为腋芽形成的分子机理研究创制了有价值的突变体,而且为培育无腋芽或少腋芽优质烤烟品系提供了遗传材料。     

CRISPR/Cas9介导的酿酒酵母ADH2基因中断及反义RNA干扰GPD1的表达

CRISPR/Cas9是一个简单、高效的用于靶向目的基因和无标记的基因组工程的工具。本文通过构建酿酒酵母沉默组件PGK-SGPD1-CYC1,使甘油-3-磷酸脱氢酶I(Glycerol-3-phosphate dehydrogenase,GPD1)基因在PGK强启动子、CYC1终止子在特定区域内进行干扰和表达。应用CRISPR/Cas9基因编辑技术,在中断乙醇脱氢酶Ⅱ(alcohol dehydrogenase Ⅱ,ADH2)基因的同时,定点敲入GPD1基因的反义干扰组件,从而特定地干扰GPD1的表达。采用高效的酵母化学转化法将反应组件敲入酿酒酵母Y1H中,CRISPR/Cas9介导的同源重组效率达43.48%,由此获得了ADH2基因中断和GPD1反义干扰的酿酒酵母突变株。发酵实验结果表明,酿酒酵母突变菌株SG1-1与出发菌株Y1H相比,乙醇产率提高了9.07%,甘油产率下降了12.05%,乙酸产率下降了12.30%,结果表明通过中断ADH2基因及插入GPD1反义干扰组件,既能够中断ADH2基因的功能,减少乙醇转化为乙醛,同时也能在一定程度上干扰GPD1基因的表达,提高乙醇产率。     

基于CRISPR/Cas9系统的金针菇基因组编辑载体构建

采用高效基因编辑系统CRISPR/Cas9,构建金针菇基因Mads-8敲除载体及转化体系。以转录组数据为依据,通过分析基因Mads-8序列信息,选择高效的靶位点序列,同时加入筛选标记基因hph构建过渡载体sgRNA-T,通过菌落PCR鉴定和测序来验证靶位点序列是否正确插入。以表达载体pg Fvs-cas9为框架,酶切连接后构建重组敲除载体pg Fvs-Cas9-gRNA,PCR和酶切鉴定敲除载体。再以PEG介导的金针菇原生质体转化表达载体,在潮霉素抗性平板上筛选拟转化子,以拟转化子基因组DNA为模板扩增Cas9基因。结果显示,靶位点序列成功插入敲除载体且序列正确,重组质粒成功转化进金针菇的基因组。对金针菇基因组敲除载体的构建,为后续金针菇相关基因的功能验证及育种研究提供载体材料及理论依据。     

烟草单倍体基因编辑系统的建立

  背景和目的  单倍体材料作为转化受体具有不受同源染色体联会配对影响、转化效率较高、外源基因在后代基因组中稳定性较好、加倍后即可获得纯合转化植株等优点,结合基因编辑CRISPR/Cas9系统,可大大加快烟草品种选育进程。  方法  通过花粉离体培育获得单倍体,利用CRISPR/Cas9系统编辑八氢番茄红素脱氢酶基因位点,产生白化单倍体植株。  结果  （1）经过4℃处理4~6天的实验组,花药愈伤组织形成率最高可达11%;（2）获得转化后单倍体植株120株,其中白化86株（白化率71.67%）,红花大金元51株,其中白化24株（白化率47.06%）。  结论  （1）适当低温处理可提高花药培育单倍体效率;（2）以单倍体为受体的基因编辑效率有所提高。      

基于CRISPR/Cas9技术的烟草NtDXR基因敲除及功能分析

为研究烟草5-磷酸脱氧木酮糖还原异构酶(1-Deoxy-D-xylulose-5-phosphate reductoisomerase,DXR)基因的表达模式和功能,从普通烟草(Nicotiana tabacum)品种红花大金元中克隆了NtDXR基因,并通过荧光定量PCR技术分析了NtDXR在红花大金元不同发育时期、不同组织中的表达模式。同时利用CRISPR/Cas9技术构建了NtDXR敲除载体,获得了DXR基因突变的植株。结果表明:NtDXR基因在花中的表达量最高,在雌蕊和叶中次之;利用CRISPR/Cas9系统定点敲除NtDXR基因后,检测目的基因靶位点序列发现有碱基的插入、缺失与置换,并且部分T_0代转基因阳性植株呈现白化表型,暗示NtDXR基因在烟草叶绿素等色素合成过程中起重要作用,推测NtDXR基因的突变能阻断烟草质体色素的合成。     

CRISPR/Cas系统在大肠杆菌代谢与发酵工程中的应用

大肠杆菌广泛应用于发酵和代谢工程等生物领域。通过基因工程的手段改造和调控大肠杆菌的代谢途径有着重要的应用价值。近年来,人们利用CRISPR/Cas系统在大肠杆菌中开发了一系列遗传操作工具。本文在简要介绍CRISPR/Cas系统的基础上,重点阐述了其在大肠杆菌基因组编辑和基因表达调控方面的研究现状,结合笔者自身的研究提出开发更高效更精准的基因组编辑工具的思考方向,为在大肠杆菌中应用CRISPR/Cas系统开展相关工作提供参考。     

基于细胞融合开发双基因共敲除技术

基因编码工具(例如CRISPR/Cas9)的出现使敲除哺乳动物细胞基因成为现实。然而,实现细胞的多基因敲除成功率低且所需时间长。细胞融合技术是构建杂合细胞的常用方法,通过融合两种不同表型的细胞,构建出一种具有杂合表型的新型细胞。但是,由于基因的互补作用,通过基因敲除而获得的性状在细胞融合后成为隐性性状,融合细胞不能表现该性状。本研究的目的是设计一种通过细胞融合技术和CRISPR/Cas9技术获得基因双敲除细胞的方法。由于现阶段没有关于HEK 293细胞株细胞融合的参考数据,所以首先在HEK 293野生型细胞株中分别敲除GPI生物合成必需的PIGA或PIGK,获得PIGA-KO细胞株和PIGK-KO细胞株,并以这两个细胞株作为模型进行条件优化。经过反应条件优化,HEK 293细胞的融合效率显著提高,且实现了FUT8敲除细胞株和ST6GAL1敲除细胞株的快速融合;其次是将细胞融合技术与CRISPR/Cas9技术结合从而实现多种糖基因的快速敲除。将分别含有FUT8和ST6GAL1目标导向RNAs且都能稳定表达Cas9蛋白的两个细胞株进行融合,即可获得FUT8和ST6GAL1基因都被敲除的双敲细胞株。实验结果表明,将细胞融合技术和CRISPR/Cas9技术结合可简便而快速地获得基因双敲除细胞株。     

CRISPR/Cas9介导的低产尿素黄酒酵母工程菌的构建

通过代谢工程改造构建低产尿素的酿酒酵母工程菌,从根源上减少黄酒发酵液中尿素的含量及氨基甲酸乙酯(ethyl carbamate,EC)的形成。该研究利用融合PCR构建DUR3过表达组件"HOL-PGK1p-DUR3-PGK1tHOR",通过CRISPR/Cas9介导的基因组编辑技术转化酿酒酵母S. cerevisiae NaDUR1,2-Δcar1,在敲除CAR1和过表达DUR1,2基因的基础上过表达DUR3基因,获得工程菌S. cerevisiae NaDUR1,2/DUR3-Δcar1。实验室黄酒发酵实验结果表明,与亲本菌株S. cerevisiae Na相比,工程菌S. cerevisiae NaDUR1,2/DUR3-Δcar1所酿黄酒发酵液中尿素含量降低了92. 1%,EC含量降低了58. 6%;与出发菌株S. cerevisiae NaDUR1,2-Δcar1相比,工程菌S. cerevisiae NaDUR1,2/DUR3-Δcar1所酿黄酒发酵液中尿素含量降低了43. 4%,EC含量降低了16. 2%。过表达DUR3的工程菌S. cerevisiae NaDUR1,2/DUR3-Δcar1具有"尿素吸收"的能力,减少EC的形成。借助CRISPR/Cas9系统,构建的酵母工程菌无外源抗性基因的引入,具有工业化应用的潜在可能性。     

II型CRISPR系统在微生物中的应用

CRISPR系统是一种新兴的基因编辑技术,是存在于部分细菌中的一种免疫反应系统,利用Cas基因编码的蛋白对进入细胞中的外源DNA进行高效识别并切割,保护细菌自身免受外源基因侵害。CRISPR系统主要应用于基因的定点敲入和敲除。该系统具有操作简便,适用范围广等优点,已在各类微生物和动植物中广泛应用。在CRISPR系统中,II型CRISPR系统是应用最为广泛的系统,是目前的研究热点。它包含CRISPR/ Cas9、CRISPRa和CRISPRi系统,由于CRISPRa系统目前应用较少,本文对CRISPR/ Cas9和CRISPRi系统在微生物中的应用研究现状进行综述,并对两种系统未来的发展进行展望。     

A CRISPR/Cas9 method to generate heterozygous alleles in Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae is a genetically facile organism, yet multiple CRISPR/Cas9 techniques are widely used to edit its genome more efficiently and cost effectively than conventional methods. The absence of selective markers makes CRISPR/Cas9 editing particularly useful when making mutations within genes or regulatory sequences. Heterozygous mutations within genes frequently arise in the winners of evolution experiments. The genetic dissection of heterozygous alleles can be important to understanding gene structure and function. Unfortunately, the high efficiency of genome cutting and repair makes the introduction of heterozygous alleles by standard CRISPR/Cas9 technique impossible. To be able to quickly and reliably determine the individual phenotypes of the thousands of heterozygous mutations that can occur during directed evolutions is of particular interest to industrial strain improvement research. In this report, we describe a CRISPR/Cas9 method that introduces specific heterozygous mutations into the S. cerevisiae genome. This method relies upon creating silent point mutations in the protospacer adjacent motif site or removing the protospacer adjacent motif site entirely to stop the multiple rounds of genome editing that prevent heterozygous alleles from being generated. This technique should be able to create heterozygous alleles in other diploid yeasts and different allelic copy numbers in polyploid cells.     

New vectors for simple and streamlined CRISPR–Cas9 genome editing in Saccharomyces cerevisiae

Clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)–Cas9 technology is an important tool for genome editing because the Cas9 endonuclease can induce targeted DNA double‐strand breaks. Targeting of the DNA break is typically controlled by a single‐guide RNA (sgRNA), a chimeric RNA containing a structural segment important for Cas9 binding and a 20mer guide sequence that hybridizes to the genomic DNA target. Previous studies have demonstrated that CRISPR–Cas9 technology can be used for efficient, marker‐free genome editing in Saccharomyces cerevisiae. However, introducing the 20mer guide sequence into yeast sgRNA expression vectors often requires cloning procedures that are complex, time‐consuming and/or expensive. To simplify this process, we have developed a new sgRNA expression cassette with internal restriction enzyme sites that permit rapid, directional cloning of 20mer guide sequences. Here we describe a flexible set of vectors based on this design for cloning and expressing sgRNAs (and Cas9) in yeast using different selectable markers. We anticipate that the Cas9–sgRNA expression vector with the URA3 selectable marker (pML104) will be particularly useful for genome editing in yeast, since the Cas9 machinery can be easily removed by counter‐selection using 5‐fluoro‐orotic acid (5‐FOA) following successful genome editing. The availability of new vectors that simplify and streamline the technical steps required for guide sequence cloning should help accelerate the use of CRISPR–Cas9 technology in yeast genome editing. Vectors pT040, pJH001, pML104 and pML107 have been deposited at Addgene ( www.addgene.org ). Copyright © 2015 John Wiley & Sons, Ltd.     

基于CRISPR/Cas9系统对乳酸乳球菌进行绿色荧光蛋白标记

乳酸乳球菌是治疗剂在体内运送的良好载体,研究其在体内的真实运送情况需对其进行标记。该实验利用CRISPR/Cas9系统对乳酸乳球菌(Lactococcus lactis)NZ9000进行增强型绿色荧光蛋白(enhanced green fluorescent protein, eGFP)标记,用于研究乳酸乳球菌在体内的运送,评价其作为益生菌的功能。基于该实验室已构建的乳酸乳球菌CRISPR/Cas9编辑质粒pLL25构建重组质粒pYSH,其上携带eGFP及同源臂,电转入乳酸乳球菌NZ9000感受态细胞中,将基因组中的乳酸脱氢酶基因(ldh)替换为绿色荧光蛋白基因,从而使Lactococcus lactis NZ9000获得标记,表达绿色荧光蛋白。对绿色荧光标记的Lactococcus lactis NZ9000突变株,酶标仪定量分析eGFP的表达强度。荧光强度定量分析结果表明,在乳酸乳球菌不同生长阶段,eGFP基因均能稳定表达。     

CRISPR/Cas系统在食品质量安全检测中的应用研究进展

规律间隔成簇短回文重复序列(regularly spaced clustered short palindrome repeats-associated, CRISPR/Cas)系统是基于原核生物的一种适应性免疫系统, 因其可编程性和易操作的优点已被开发为基因编辑技术, 并且凭借其快速和高效的特点被广泛用于生物、医学等领域。目前, CRISPR/Cas系统已开始在基于核酸检测和单核苷酸多态性检测等食品安全检测技术中应用。本文就CRISPR/Cas系统中Cas9、Cas12a和Cas13a的原理以及其在掺假检测、溯源检测、食源性微生物和动物疫病等食品质量安全检测中的应用进展进行了综述, 以期为CRISPR/Cas系统应用于食品质量安全的快速现场检测提供理论和技术参考。     

基于CRISPR/Cas9系统对乳酸乳球菌进行绿色荧光蛋白标记

乳酸乳球菌是治疗剂在体内运送的良好载体,研究其在体内的真实运送情况需对其进行标记。该实验利用CRISPR/Cas9系统对乳酸乳球菌(Lactococcus lactis)NZ9000进行增强型绿色荧光蛋白(enhanced green fluorescent protein, eGFP)标记,用于研究乳酸乳球菌在体内的运送,评价其作为益生菌的功能。基于该实验室已构建的乳酸乳球菌CRISPR/Cas9编辑质粒pLL25构建重组质粒pYSH,其上携带eGFP及同源臂,电转入乳酸乳球菌NZ9000感受态细胞中,将基因组中的乳酸脱氢酶基因(ldh)替换为绿色荧光蛋白基因,从而使Lactococcus lactis NZ9000获得标记,表达绿色荧光蛋白。对绿色荧光标记的Lactococcus lactis NZ9000突变株,酶标仪定量分析eGFP的表达强度。荧光强度定量分析结果表明,在乳酸乳球菌不同生长阶段,eGFP基因均能稳定表达。     

CRISPR/Cpf1 enables fast and simple genome editing of Saccharomyces cerevisiae

Cpf1 represents a novel single RNA‐guided CRISPR/Cas endonuclease system suitable for genome editing with distinct features compared with Cas9. We demonstrate the functionality of three Cpf1 orthologues – Acidaminococcus spp. BV3L6 (AsCpf1), Lachnospiraceae bacterium ND2006 (LbCpf1) and Francisella novicida U112 (FnCpf1) – for genome editing of Saccharomyces cerevisiae. These Cpf1‐based systems enable fast and reliable introduction of donor DNA on the genome using a two‐plasmid‐based editing approach together with linear donor DNA. LbCpf1 and FnCpf1 displayed editing efficiencies comparable with the CRISPR/Cas9 system, whereas AsCpf1 editing efficiency was lower. Further characterization showed that AsCpf1 and LbCpf1 displayed a preference for their cognate crRNA, while FnCpf1‐mediated editing with similar efficiencies was observed using non‐cognate crRNAs of AsCpf1 and LbCpf1. In addition, multiplex genome editing using a single LbCpf1 crRNA array is shown to be functional in yeast. This work demonstrates that Cpf1 broadens the genome editing toolbox available for Saccharomyces cerevisiae. © 2017 The Authors. Yeast published by John Wiley & Sons, Ltd.