细胞内外海藻糖对红细胞冰冻干燥保存的影响

目的研究细胞内海藻糖对红细胞冻干保存后血红蛋白回收率及ATP水平影响。在一定条件下负载红细胞,细胞内海藻糖浓度保持恒定,研究细胞外不同浓度的海藻糖对红细胞冰冻干燥保存的影响。方法将浓缩红细胞在37℃,浓度为800 mmol的海藻糖溶液中孵育7 h,制成海藻糖负载的浓缩红细胞,对照组为PBS负载浓缩红细胞,行冻干保存,测定Hb回收率及细胞内ATP水平。将PBS液、浓度为50 mmol、200 mmol、400 mmol的海藻糖溶液与海藻糖负载浓缩红细胞按1∶1比例混匀,行冻干保存及再水化,用氰化血红蛋白试剂盒测定Hb溶血率,计算Hb回收率。结果经海藻糖负载的红细胞冻干保存,Hb回收率(44.46±5.15)%,细胞内ATP水平(1.91±0.33)μmol/gHb,对照组Hb回收率(7.71±2.71)%,细胞内ATP水平(0.88±0.25)μmol/gHb。2组相比较,P0.05,差异有统计学意义。细胞外PBS液组Hb回收率为(10.36±0.97)%,50 mmol海藻糖组,Hb回收率为(33.57±2.89)%,200 mmol海藻糖组,Hb回收率为(38.64±0.54)%,400 mmol海藻糖组,Hb回收率为(18.10±1.9)%。对照组PBS液组与50 mmol组、200 mmol组、40 0mmol组分别比较,差异有统计学意义。400 mmol组与200 mmol组、5 0 mmol组分别比较,差异有统计学意义(P0.01)。200 mmol组与50 mmol组相比较,差异无统计学意义。结论细胞内的海藻糖大大提高冻干红细胞Hb回收率且可保持冻干红细胞正常ATP水平。细胞外的海藻糖对红细胞冻干保存有保护作用,随着细胞外液中海藻糖浓度增加,冻干红细胞Hb回收率减少。     

海藻糖负载红细胞及其冻干保存研究

为了研究海藻糖负载红细胞方法的可行性及红细胞内海藻糖对冻干红细胞的影响,利用红细胞膜在37℃时细胞膜上部分脂质由固态变为液态、流动性增大和膜通透性增加的性质,将红细胞置于高浓度海藻糖负载液中孵育7小时,并以磷酸缓冲盐溶液中孵育的红细胞作为对照,对红细胞的海藻糖负载率、形态学、渗透脆性、变形性、ATP含量及2,3-DPG含量进行评价。结果表明:负载后红细胞内海藻糖含量为36.56±7.95mmol/L,实验组红细胞溶血率为(15.663±3.848)%,对照组红细胞溶血率为(5.03±1.85)%,差异显著(P<0.05);实验组红细胞变形指数是0.0289±0.00738,对照组红细胞变形指数是0.1200±0.0121,差异显著(P<0.05);负载后实验组红细胞内ATP含量为2.67±0.54μmol/gHb,对照组红细胞内ATP含量为5.22±1.10μmol/gHb(P>0.05),实验组红细胞渗透脆性降低,明显低于对照组。尽管负载组的红细胞大小不一,形态各异,但在透射电镜下绝大多数红细胞膜完整,胞内血红蛋白密度均匀,而对照组有近一半的细胞膜不完整并有漏孔,胞内血红蛋白密度变浅。实验组与对照组中2,3-DPG含量均为零。实验组红细胞冻干再水化后,血红蛋白回收率46.44±4.14%,对照组血红蛋白回收率8.33±2.34%,差异显著(P<0.001)。结论:海藻糖负载的红细胞功能符合输注标准,负载方法可行,负载入细胞内的海藻糖能够保持细胞膜的完整性,大大提高了冻干红细胞的回收率,为红细胞的冷冻干燥成功迈出了第一步。     

海藻糖负载对人红细胞冷冻干燥保存影响的实验研究

目的初步探讨红细胞冻干长期保存的有效方法,并比较冻干前海藻糖的负载与否对红细胞冻干保存效果的影响。方法实验设实验组(负载海藻糖冻干-复水后红细胞):37℃,红细胞负载海藻糖7h后,采用主要成分为含有15%聚乙烯吡咯烷酮(PVP)和150mmol/L,海藻糖的缓冲液作为保护液,在设定的降温程序下冻干保存红细胞;对照组:未负载海藻糖冻干-复水后红细胞。冻干结束后用37℃的再水化液快速水化,检测2组的各项理化指标。结果实验组红细胞冻干再水化后RBC和Hb回收率要高于对照组(P<0.05);ATP酶和葡萄糖-6-磷酸脱氢镁(G-6-PD)活性水平显著差异有统计学意义(P<0.05))。结论胞内海藻糖对红细胞冻干具有明显的保护作用,红细胞在37℃孵育7h的条件负载海藻糖后冻干-复水后能保持细胞的理化稳定性。     

不同冻干保护体系对海藻糖负载红细胞冻干保存影响的研究

本研究旨在评价冻干保护剂人血白蛋白、葡聚糖、聚乙烯吡咯烷酮和甘油对海藻糖负载后红细胞冰冻干燥保存的影响,筛选最佳冻干保护体系。将浓缩红细胞在37℃,浓度为800 mmol/L的海藻糖溶液中孵育7 h,经PBS液冲洗3遍后制成海藻糖负载的浓缩红细胞。对照组为海藻糖负载红细胞不添加保护剂,直接冻干;实验组将人血白蛋白、葡聚糖、聚乙烯吡咯烷酮、甘油等组成的冻干保护体系与海藻糖负载浓缩红细胞混合,两组样品在常温下平衡30 min,移入-80℃深低温冰箱,预冻24 h,入冻干机冻干处理24 h。用温度为37℃,6%羟乙基淀粉40注射液快速再水化样品,用氰化血红蛋白试剂盒测定血红蛋白溶血率,计算血红蛋白回收率,同时测定干燥样品含水量。结果表明：当样品含水量在3%-4%时,对照组冻干红细胞血红蛋白回收率为（33.57±2.89）%,白蛋白组血红蛋白回收率为（51.15±1.98）%,差异有显著性意义（P〈0.05）。选用不同浓度的葡聚糖为冻干保护剂,血红蛋白回收率较对照组明显降低,随浓度增加,血红蛋白回收率逐渐升高,当浓度为36%时,血红蛋白回收率为（22.15±4.12）%,差异有显著性意义（P〈0.05）。不同浓度的聚乙烯吡咯烷酮（PVP）组成的冻干保护体系,当浓度小于40%时,血红蛋白回收率明显低于对照组,差异有显著性意义（P〈0.05）。10%甘油组血红蛋白回收率为（3.93±1.80）%,差异有显著性意义（P〈0.05）。结论：人血白蛋白在海藻糖负载的冻干红细胞中发挥重要保护作用,葡聚糖与浓度小于40%PVP可削弱细胞内海藻糖的保护作用。液态的甘油不宜作为红细胞冰冻干燥保存的保护剂。     

海藻糖和蔗糖在人红细胞冰冻干燥保存中的效果比较

目的 比较海藻糖和蔗糖在人红细胞冰冻干燥保存过程中对细胞的保护效果。方法 将浓缩红细胞、含有不同浓度海藻糖或蔗糖的30％聚乙烯吡咯烷酮(PVP)按照1:3(V/V)的比例混合,-80℃冰箱中预冻1h,入冻干机内冻千处理后,用37℃等渗缓冲液快速水化洗涤样品,然后将其分为3个处理组:组1为30％PVP组(简称PVP组),组2、3为含有5％、10％和15％海藻糖或蔗糖的30％PVP组(简称海藻糖组或蔗糖组),测定各项指标。结果 冻干红细胞再水化后,海藻糖组的细胞回收率[(18.86±4.63)％、(21.73±7.32)％和(18.01±4.53)％]显著低于PVP组[(45.97±11.77)％](P<0.01);蔗糖组,蔗糖浓度为5％、10％时,细胞回收率分别为(37.40±2.90)％和(37.77±4.78)％,二者显著低于PVP组(P<0.05),但当蔗糖浓度升至15％时,细胞回收率[(42.54±10.25)％]和PVP组无显著差异;血红蛋白回收率,海藻糖组[(50.00±3.47)％、(40.91±9.09)％和(52.09±7.01)％]显著低于PVP组[(77.27±3.63)％](P<0.05),而蔗糖组和PVP组无显著差异,且显著高于海藻糖组(P<0.05)。洗涤后3组的游离血红蛋白浓度均<1g/L,其余各项指标的对比关系类似于水化后指标。结论 在冻干保护液中添加不同浓度的海藻糖或蔗糖对于提高冰冻干燥保存后红细胞的回收率和血红蛋白浓度作用不明显;但     

二甲基亚砜在人红细胞冻干前负载海藻糖过程中的作用

目的研究人红细胞冻干保存前负载海藻糖过程中二甲基亚砜(DMSO)的作用,优化红细胞负载缓冲液配方。方法实验组以浓缩红细胞25份(10ml/份)负载海藻糖,负载缓冲液中添加DMSO;对照组25份负载海藻糖,负载缓冲液中未添加DMSO。37℃条件下孵育8h后,分别检测两组红细胞胞内海藻糖负载量、胞外游离血红蛋白水平、ATP含量、红细胞变形性,并利用流式细胞术检测负载后红细胞膜的完整性。结果实验组与对照组红细胞的胞内海藻糖负载量分别为(57.033±4.883)mmol/L,(49.184±4.858)mmol/L(P<0.05);胞外游离血红蛋白浓度分别为(4.131±0.473)g/L,(5.410±0.501)g/L(P<0.05);ATP浓度分别为(3.874±0.426)μmol/g Hb,(3.358±0.306)μmol/g Hb(P<0.05);红细胞变形指数分别为0.330±0.0211,0.277±0.0232(P<0.01);红细胞胞膜PS表达率分别为(5.04±0.495)%,(8.69±0.862)%(P<0.01)。结论DMSO在红细胞负载海藻糖过程中可有效增加胞内海藻糖负载量,并显著改善负载缓冲液对红细胞胞膜的高渗损伤,更好地发挥海藻糖对红细胞的保护作用。     

海藻糖水替代机制对冻干红细胞保护作用的探讨

目的探讨海藻糖对冻干红细胞复水回收率和残余水含量的影响及其对红细胞膜的保护机制。方法将红细胞分别与100、200、400、600、800、1 000 mmol/L海藻糖负载溶液孵育,共6组,并设置对照组,用海藻糖检测试剂盒特异性检测红细胞中海藻糖加载量;用冷冻干燥机对红细胞做冷冻干燥,Karl-Fisher滴定法结合卡式炉法测定冻干红细胞中残余水含量;细胞计数仪检测复水后红细胞数目。结果随着负载海藻糖溶液浓度的上升,冻干红细胞复水回收率先平稳后上升,当负载溶液浓度达到800 mmol/L时回收率最高;残余水含量先保持不变,然后下降,当负载溶液浓度达到800和1 000 mmol/L时,残余水含量(%)3.47±0.21和2.43±0.18。此外,冻干红细胞组与冻干血影细胞组残余水相同。结论初步证实了海藻糖通过水替代作用保护红细胞膜。     

不同负载温度下红细胞内海藻糖和葡萄糖含量比较

目的探索适合海藻糖和葡萄糖联合负载红细胞的温度,为冷冻干燥红细胞提供基础。方法分别采用0mol／L、0．125mol／L、0．25mol／L、0．5mol／L和1mol／L的海藻糖联合葡萄糖在4℃、25℃和37℃负载红细胞6h。然后检测负载红细胞内海藻糖和葡萄糖的浓度。结果4℃和25℃下,海藻糖和葡萄糖联合负载红细胞后,进入红细胞的海藻糖和葡萄糖含量相差不大。37℃下负载红细胞后,负载入红细胞的海藻糖和葡萄糖含量均较4℃组明显增高。结论37℃下负载红细胞,更有利于海藻糖和葡萄糖进入细胞内,能够满足冰冻干燥红细胞的负载要求。     

海藻糖和葡萄糖联合负载红细胞的效果评价

目的探讨海藻糖和葡萄糖联合负载红细胞的效果，为冷冻干燥红细胞提供新的保存剂。方法分别采用0、0．125、0．25、0．5和1mol／L的海藻糖、葡萄糖以及海藻糖联合葡萄糖37℃负载红细胞6h。分别检测负载后红细胞内海藻糖和葡萄糖的浓度。结果负载液中糖类浓度为0．125、0．25和0．5mol／L时，联合负载组与海藻糖或葡萄糖组负载后红细胞内的海藻糖和葡萄糖浓度的差异无统计学意义（P〉0．05）。而负载液糖类浓度达到1mol／L时，联合负载组红细胞内海藻糖和葡萄糖的浓度明显低于海藻糖和葡萄糖单独负载组，差异有统计学意义（P〈0．05）。结论浓度小于1mol／L时，海藻糖联合葡萄糖负载红细胞并不影响海藻糖和葡萄糖进入红细胞内，可以满足红细胞冷冻干燥的要求。     

人红细胞冻干保护剂配方及浓度的优化

本研究探讨不同红细胞冻干保护剂配方及浓度的变化对红细胞冻干-复水后回收率的影响。应用一系列不同浓度的聚乙烯吡咯烷酮（PVP）、海藻糖及不同渗透性保护剂组成的红细胞冻干保护剂保护冻干红细胞并检测冻干红细胞复冰后红细胞及血红蛋白的回收率．结果显示：荷载海藻糖的红细胞在添加不同浓度保护剂保护下各组的红细胞损失率差异具有显著性（P〈0．05或P〈0．01），其中以有PVP360的保护液组中的细胞损失最大（0．24％），含有PVP40且胞外海藻糖浓度为150mmol／L时，红细胞的损失最小（0．02％）．海藻糖浓度为150mmol／L与海藻糖浓度为50mmol／L的保护剂组之间存在统计学差异（P〈0．01）。冻干红细胞在添加不同PVP40浓度的冻干保护剂作用再水化后红细胞和血红蛋白回收率也不相同。15％PVP40＋150mmol／L海藻糖＋2％BSA在红细胞冻干中的保护效果最好，红细胞和血红蛋白回收率分别为（61．29±4．93）％，（62．49±5．91）％，与其它各组间存在显著差异（P〈0．01）。含有甘油的冻干保护液对红细胞冻干过程中的保护效果最好，红细胞和血红蛋白回收率分别为（65．97±4．52）％和（67．24±5．94）％，与其它渗透性保护剂组相比存在显著性差异（P〈0．01）。结论：红细胞冻干保护剂为0．8mol／L甘油＋15％PVP40＋150mmol／L海藻糖＋2％BSA是最佳保护剂浓度配方。     

Effect of 5-fluorouracil, mitoxantrone, methotrexate, and vincristine on the antibacterial activity of ceftriaxone, ceftazidime, cefotiam, piperacillin, and netilmicin

Using the checkerboard agar dilution technique, antibacterial activity and in vitro interactions of 4 antineoplastic agents and 5 antimicrobial drugs were examined against 56 strains of 7 bacterial species. 5-fluorouracil was found to inhibit all strains of Staphylococcus aureus and of Staphylococcus epidermidis at a concentration of 0.8 micrograms/ml or less. 84% of all gram-negative strains were inhibited synergistically when 5-fluorouracil was combined with beta-lactam antibiotics. Methotrexate and cefotiam were antagonistic in 42% of all combinations, especially when tested against Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae.     

Susceptibilities of non-Pseudomonas aeruginosa gram-negative nonfermentative rods to ciprofloxacin, ofloxacin, levofloxacin, D-ofloxacin, sparfloxacin, ceftazidime, piperacillin, piperacillin-tazobactam, trimethoprim-sulfamethoxazole, and imipenem.

Agar dilution MICs of 10 agents against 410 non-Pseudomonas aeruginosa gram-negative nonfermentative rods were determined. MICs at which 50 and 90% of the isolates were inhibited, respectively, were as follows (in micrograms per milliliter): sparfloxacin, 0.5 and 8.0; levofloxacin, 1.0 and 8.0; ciprofloxacin, 2.0 and 32.0; ofloxacin, 2.0 and 32.0; D-ofloxacin, 32.0 and > 64.0; ceftazidime, 8.0 and 64.0; piperacillin with or without tazobactam, 16.0 and > 64.0; trimethoprim-sulfamethoxazole, 0.5 and > 64.0; imipenem, 2.0 and > 64.0. With the exception of those for Stenotrophomonas maltophilia, Burkholderia cepacia, and Alcaligenes faecalis-A. odorans, agar dilution MICs for all strains tested were within 1 dilution of inhibitory (bacteriostatic) levels as determined by time-kill methodology.     

Comparative ototoxicity of ribostamycin, dactimicin, dibekacin, kanamycin, amikacin, tobramycin, gentamicin, sisomicin and netilmicin in the inner ear of guinea pigs

Nine aminoglycoside antibiotics, ribostamycin (RSM), dactimicin (DAC), dibekacin (DKB), kanamycin (KM), amikacin (AMK), netilmicin (NTL), tobramycin (TOB), gentamicin (GM) and sisomicin (SISO) were administered intramuscularly to guinea pigs for 4 weeks, and ototoxicity and drug concentration in the inner ear fluid were determined. RSM and DAC showed the weakest ototoxicity against the cochlea and vestibular organs. AMK and KM were more toxic to cochlea than vestibular organs. DKB, TOM, GM and SISO were equally toxic to vestibular organs and cochlea. NTL was more toxic to vestibular organs than cochlea. As judged from the pinna reflex response and hair cell damage in the cochlea, the order of auditory toxicity was the following: SISO greater than GM greater than TOB greater than AMK greater than DKB greater than KM greater than NTL, DAC RSM, whereas the vestibular toxicity was in the following order: SISO greater than GM greater than DKB greater than TOB greater than NTL greater than AMK greater than KM greater than DAC, RSM. RSM, causing the weakest ototoxicity, showed a low drug concentration in the inner ear fluid, while GM, causing severe ototoxicity, showed the highest drug level under the same conditions.     

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Zimmermann PG. Philadelphia: Hanley & Belfus, 2002, 243 pp, ISBN 1-56053-529-6.