红细胞冻干保存前对海藻糖的负载

目的探寻红细胞负载海藻糖的有效方法,评价负载海藻糖对红细胞各项理化指标的影响。方法设实验组(负载海藻糖红细胞)和对照组(未负载海藻糖红细胞),使用硫酸-蒽酮法测定胞内海藻糖含量,检测负载后红细胞各项理化指标,通过流式细胞术检测负载后红细胞膜的完整性。结果在37℃条件下,红细胞对海藻糖的摄取随胞外海藻糖浓度的增加而增多,当海藻糖浓度为800mmol/L,水浴7h,红细胞负载海藻糖可达到有效浓度;且2组红细胞各项理化指标比较差异无统计学意义(P>0.05);流式结果显示红细胞在高渗环境中负载海藻糖后,细胞膜结合很少量Annexin-V-FITC,并且破损细胞能被有效清除。结论红细胞37℃孵育7h,胞外海藻糖浓度为800mmol/L,能有效摄取海藻糖,且保持红细胞的理化稳定性和膜结构完整性。     

酶法检测解冻红细胞残留甘油含量

红细胞冰冻保存需要添加一定的保护剂 ,目前最常见的保护剂为甘油 ,但临床应用前须经一定的程序洗涤 ,尽量去除添加的外源性甘油。解冻洗涤处理过的冰冻红细胞内残留甘油的含量对于保证其质量至关重要 ,国家规定的标准为≤ 1 0 g/L[1 ]。目前血站对于冰冻红细胞内残留甘油的检测大多采用高碘酸法 [2 ] ,但其操作繁琐。本实验室利用甘油三酯试剂盒 (酶法 )检测解冻红细胞残留甘油含量 ,取得较好的效果 ,现报告如下。材料与方法1　仪器与试剂　三氯醋酸由上海凌峰化学试剂厂提供 ;甘油三酯测定试剂盒由浙江宁波慈城生化试剂厂提供 (试剂内含…     

人红细胞负载海藻糖后冻干保存过程的初步研究

目的 探讨红细胞冻干长期保存的有效方法,并评价复水后红细胞各项理化指标的变化。方法 设对照组（常规条件下保存的红细胞）和实验组（负载海藻糖冻干-复水后红细胞）,在37℃条件下,红细胞负载海藻糖7h后,采用主要成分为含15％聚乙烯吡咯烷酮（PVP）和150mmol／L海藻糖的缓冲液作为保护液,在设定的降温程序下进行红细胞的冻干保存。冻干后置37℃的再水化液快速水化,检测各项理化指标。结果 红细胞冻干再水化后红细胞和血红蛋白回收率均在80％以上,且各项理化指标与常规保存的对照红细胞间差异无显著性（P〉O．05）。结论 红细胞在37℃孵育7h的条件下负载每藻糖后进行冻干,复水后能保持细胞的理化稳定性和结构形态的完整性,为进一步研究长期冻干保存红细胞奠定了基础。     

甘油含量对冷冻干燥保存红细胞的作用

目的分析甘油含量对冷冻干燥保存红细胞的作用。方法应用不同浓度甘油（5%、10%、20%、30%和40%）作为红细胞冷冻干燥保存的保护剂,研究冷冻干燥红细胞复水后红细胞形态以及复水后完整红细胞回收情况。结果甘油预处理的红细胞冷冻干燥后复水红细胞结构完整、形态正常,尤以40%甘油最佳,复水后红细胞回收率最高。结论研究为使用甘油作红细胞冻干保存的保护剂提供了初步的理论依据。     

不同冻干保护体系对海藻糖负载红细胞冻干保存影响的研究

本研究旨在评价冻干保护剂人血白蛋白、葡聚糖、聚乙烯吡咯烷酮和甘油对海藻糖负载后红细胞冰冻干燥保存的影响,筛选最佳冻干保护体系。将浓缩红细胞在37℃,浓度为800 mmol/L的海藻糖溶液中孵育7 h,经PBS液冲洗3遍后制成海藻糖负载的浓缩红细胞。对照组为海藻糖负载红细胞不添加保护剂,直接冻干;实验组将人血白蛋白、葡聚糖、聚乙烯吡咯烷酮、甘油等组成的冻干保护体系与海藻糖负载浓缩红细胞混合,两组样品在常温下平衡30 min,移入-80℃深低温冰箱,预冻24 h,入冻干机冻干处理24 h。用温度为37℃,6%羟乙基淀粉40注射液快速再水化样品,用氰化血红蛋白试剂盒测定血红蛋白溶血率,计算血红蛋白回收率,同时测定干燥样品含水量。结果表明：当样品含水量在3%-4%时,对照组冻干红细胞血红蛋白回收率为（33.57±2.89）%,白蛋白组血红蛋白回收率为（51.15±1.98）%,差异有显著性意义（P〈0.05）。选用不同浓度的葡聚糖为冻干保护剂,血红蛋白回收率较对照组明显降低,随浓度增加,血红蛋白回收率逐渐升高,当浓度为36%时,血红蛋白回收率为（22.15±4.12）%,差异有显著性意义（P〈0.05）。不同浓度的聚乙烯吡咯烷酮（PVP）组成的冻干保护体系,当浓度小于40%时,血红蛋白回收率明显低于对照组,差异有显著性意义（P〈0.05）。10%甘油组血红蛋白回收率为（3.93±1.80）%,差异有显著性意义（P〈0.05）。结论：人血白蛋白在海藻糖负载的冻干红细胞中发挥重要保护作用,葡聚糖与浓度小于40%PVP可削弱细胞内海藻糖的保护作用。液态的甘油不宜作为红细胞冰冻干燥保存的保护剂。     

海藻糖负载对人红细胞冷冻干燥保存影响的实验研究

目的初步探讨红细胞冻干长期保存的有效方法,并比较冻干前海藻糖的负载与否对红细胞冻干保存效果的影响。方法实验设实验组(负载海藻糖冻干-复水后红细胞):37℃,红细胞负载海藻糖7h后,采用主要成分为含有15%聚乙烯吡咯烷酮(PVP)和150mmol/L,海藻糖的缓冲液作为保护液,在设定的降温程序下冻干保存红细胞;对照组:未负载海藻糖冻干-复水后红细胞。冻干结束后用37℃的再水化液快速水化,检测2组的各项理化指标。结果实验组红细胞冻干再水化后RBC和Hb回收率要高于对照组(P<0.05);ATP酶和葡萄糖-6-磷酸脱氢镁(G-6-PD)活性水平显著差异有统计学意义(P<0.05))。结论胞内海藻糖对红细胞冻干具有明显的保护作用,红细胞在37℃孵育7h的条件负载海藻糖后冻干-复水后能保持细胞的理化稳定性。     

应用MAP在4℃条件下保存冰冻解冻去甘油红细胞的质量变化

冰冻解冻去甘油红细胞是采用特定方法将冰冻红细胞溶解后,清除几乎所有甘油,并将红细胞悬浮于一定的氯化钠注射液中的红细胞成分[1],该血液品种为临床常用的血液成分之一,用于稀有血型患者输血、新生儿RH溶血病换血以及自体输血长期保存等。临床使用时必须提前预约,在有库存的情况下最快也需要2~3h制备。去甘油的红细胞用生理盐水悬浮保存,必须在24h内输注[1],故临     

延长解冻去甘油红细胞4℃保存期的质量观察

随着临床医疗技术水平的不断提高,稀有血型血液的临床供应量逐步增加。由于目前解冻红细胞保存期仅为24h,在临床需求变更而当天无其他相同稀有血型患者使用时,血液将难以发挥其应有作用,直接造成血液的损失;目前解冻红细胞的制备时间为2h,还无法满足Rh（-）患者急诊用血的时间要求。针对以上情况,笔者尝试在目前血站操作规程及成分血质量标准的基础上,研究红细胞经解冻后用生理盐水悬浮在4℃环境下,     

GZB试剂红细胞4℃保存液的研究及其临床应用

本文介绍一种新的试剂红细胞４℃保存液及其应用。结果表明，用该液保存试剂红细胞在４￣６℃下可保存１２０天，较国内外目前已报道的保存期（最长５６天）明显延长。该法不需特殊设备，试剂原料成本低。来源方便易购，保存细胞具有保存期长，使用方便，抗原特异性及强度不受影响，随时可取用等特点。使用效果良好。     

海藻糖负载红细胞及其冻干保存研究

为了研究海藻糖负载红细胞方法的可行性及红细胞内海藻糖对冻干红细胞的影响,利用红细胞膜在37℃时细胞膜上部分脂质由固态变为液态、流动性增大和膜通透性增加的性质,将红细胞置于高浓度海藻糖负载液中孵育7小时,并以磷酸缓冲盐溶液中孵育的红细胞作为对照,对红细胞的海藻糖负载率、形态学、渗透脆性、变形性、ATP含量及2,3-DPG含量进行评价。结果表明:负载后红细胞内海藻糖含量为36.56±7.95mmol/L,实验组红细胞溶血率为(15.663±3.848)%,对照组红细胞溶血率为(5.03±1.85)%,差异显著(P<0.05);实验组红细胞变形指数是0.0289±0.00738,对照组红细胞变形指数是0.1200±0.0121,差异显著(P<0.05);负载后实验组红细胞内ATP含量为2.67±0.54μmol/gHb,对照组红细胞内ATP含量为5.22±1.10μmol/gHb(P>0.05),实验组红细胞渗透脆性降低,明显低于对照组。尽管负载组的红细胞大小不一,形态各异,但在透射电镜下绝大多数红细胞膜完整,胞内血红蛋白密度均匀,而对照组有近一半的细胞膜不完整并有漏孔,胞内血红蛋白密度变浅。实验组与对照组中2,3-DPG含量均为零。实验组红细胞冻干再水化后,血红蛋白回收率46.44±4.14%,对照组血红蛋白回收率8.33±2.34%,差异显著(P<0.001)。结论:海藻糖负载的红细胞功能符合输注标准,负载方法可行,负载入细胞内的海藻糖能够保持细胞膜的完整性,大大提高了冻干红细胞的回收率,为红细胞的冷冻干燥成功迈出了第一步。     

不同保存期全血制备洗涤红细胞的超微结构变化

目的 探讨不同保存期的全血制备洗涤红细胞前后电镜下红细胞形态的变化。方法 采集CPD—A抗凝全血。实验分Ⅰ～Ⅵ组，分别于4℃保存7、10、15、20、25、30d。于制备前取全血1滴，5％戊二醛固定，经2000r／min离心10min后，分出血浆，取样检测血红蛋白。余下的红细胞再加等量生理盐水，1500r／min离心5min，连续2次，取样为制备后测定组。结果 组Ⅰ和组Ⅱ制备前后红细胞成双面凹的圆盘结构，细胞均匀混悬。组Ⅲ制备前红细胞形态正常，制备后少数红细胞出现聚集状、球形或边缘不整齐，并有棘形红细胞出现。组Ⅳ、组Ⅴ、组Ⅵ于制备前血浆微红；制备后，球形红细胞、棘形红细胞、中问漏孔的红细胞增加。结论 制备洗涤红细胞的最佳时间应在4℃保存10d内的全血，保存15d以后的全血制备洗涤红细胞形态发生异常变化，出现棘形红细胞，囊泡化后的红细胞易溶血，红细胞寿命缩短，影响洗涤红细胞的质量。     

再水化液因素对冰冻干燥保存后红细胞回收率的影响

目的　寻求一种能有效提高冰冻干燥 (简称冻干 )保存后人红细胞回收率的再水化体系。方法　测定1 0 %聚乙烯吡咯烷酮 (PVP)、6 %羟乙淀粉 (HES)、5 %羧甲基淀粉钠 (CMS)、生理盐水、0 75mol/L葡萄糖、等渗缓冲液及高渗缓冲液 (5×Buffer)的晶体渗透压和胶体渗透压 ;将浓缩红细胞和保护液混匀 ,预冻后移入冻干机内作冻干处理 ,冻干完毕后 ,用不同种类或不同温度的再水化液快速水化洗涤样本。结果　人红细胞冻干再水化后 ,6 %HES组、1 0 %PVP组和 5 %CMS组的红细胞回收率分别为 (93.6 5± 6 .1 8) %、(88.80± 9.4 9) %和 (91 .34± 8.1 3) % ,血红蛋白回收率分别为 (93.4 8± 4 .6 7) %、(89.0 2± 4 .6 7) %和 (88.79± 5 .35 ) % ,均极显著高于其他 4组[(1 5 .5 6± 1 2 .0 2 ) %～ (2 7.77± 6 .4 8) % ,(1 7.78± 1 0 .80 ) %～ (4 1 .5 0± 6 .4 3) % ) ](P <0 .0 1 ) ;不同温度的 6 %HES的再水化效果表明 ,再水化后 3个温度组的红细胞回收率无显著差异 ,但 37℃和 2 5℃组的血红蛋白回收率分别为(87.4 8± 5 .84 ) %和 (91 .37± 3.94 ) % ,均极显著高于 4℃组 (73.1 0± 5 .90 ) % (P <0 .0 1 )而且上清游离血红蛋白浓度也显著低于 4℃组。结论　再水化液的胶体渗透压对冻干保存后红细胞的保护作     

93例贫血患者外周血涂片红细胞形态学分析

目的探讨贫血患者外周血红细胞的形态学特征。方法选择93例贫血患者的外周血涂片在全自动阅片仪上进行红细胞形态学检查,对于异形性红细胞采取人工镜检。结果 93例贫血患者经DM-96全自动血细胞形态分析系统分析,红细胞大小不均占77.4%,其中48.4%以小红细胞为主,异形性红细胞占55.9%,嗜多色性红细胞人工镜检与仪器自动阅片检出率差异较大,低色素性红细胞占11.8%。异形性红细胞形态中检出率居前三位的是椭圆形红细胞、红细胞碎片及红细胞缗钱状排列。结论外周血红细胞形态学分析在红细胞疾病,尤其是贫血的诊断、预后、治疗中具有重要的意义,为实验室报告的可靠性提供了形态学上的重要依据。     

不同保存时间的库存红细胞携氧能力变化研究

目的建立红细胞携氧能力相关评价指标与库存时间的数学模型,为红细胞定量输注提供实验依据。方法随机选取6名合格献血者,采集红细胞1 U/人(全血200 mL=1 U)制备成悬浮红细胞,置于专用储血冰箱,分别在库存0、7、14、21、28和35 d留取血样,测定有效携氧量(Q值)、氧亲和力(P50)、2,3-DPG、Na+-K+-ATP酶,综合评价红细胞携氧能力;应用统计学软件对数据进行曲线拟合分析,获得计算各携氧能力指标与库存时间的数学模型。结果在保存期内的红细胞Q值随库存时间的增加而逐渐下降:库存14 d前下降较快,至14 d下降了32%,之后下降变缓,到保存末期仅为库存0 d红细胞的49%;P50随库存时间的增加而逐渐下降:库存14 d前下降较快,至14 d下降了19%,之后下降不明显,到保存末期为库存0 d红细胞的71%;2,3-DPG随库存时间的增加而逐渐下降:库存21 d前缓慢下降,之后出现急速下降,到储存期末仅为库存0 d红细胞的41%;Na+-K+-ATP酶随库存时间的增加而逐渐下降:库存前7 d下降最为剧烈,下降54%,之后下降速度变缓,到储存期末仅为库存0 d红细胞的15%;对数据曲线的拟合分析显示:以Q值为因变量Y,库存时间为自变量X,得出回归方程为Y=4.367-0.066X;以P50为因变量Y,库存时间为自变量X,得出Y=28.346-0.234X;以2,3-DPG为因变量Y,库存时间为自变量X,得出Y=1.875-0.030X;以Na+-K+-ATP酶为因变量Y,库存时间为自变量X,得出为Y=4.534-0.127X。Q值和P50完全线性相关(r=0.999 43),与库存时间、2,3-DPG、Na+-K+-ATP酶存在回归关系,其多元线性模型为Q=5.457-0.925×2,3-DPG+0.142×Na+-K+-ATP酶-0.076×T(库存天数)。结论 Q值测定水平可以作为库存红细胞携氧能力评价的重要指标,并可根据其变化计算不同库存时间红细胞的携氧能力。红细胞随库存时间的延长其携氧能力不断下降,库存前2周其携氧能力下降的尤为明显,贮存35 d的红细胞携氧能力仅为0 d的50%。     

保存人红细胞的新策略一抗氧化剂保养液保存效果的研究

塑料血袋盛义务献血员的静脉血（含适量保养液）并置4℃冰箱保存。在保存前、后不同时间检查各项指标,旨在研究抗氧化剂保养液延长人血红细胞在4℃条件下的保存时间,以缓解血液保存供应的压力,为输血抢救创造有利条件。实验分3组：ACD组,GMA组和抗氧化剂（SOD）组）。研究结果表明,在4℃条件下保存75天后SOD组红细胞血红蛋白回收率为87．2％,血浆血红蛋白（mg/L)为193．2,P50（mmHg)为34．0（正常值为33．1）,最大变形指数（DImax）为0．2413,即为正常值的74．3％,外观检查无明显溶血、变色、气泡和凝块。结论提示,用抗氧化剂保养液保存红细胞在4℃条件下可延长75天,其红细胞血红蛋白和血浆血红蛋白回收率附合国家《血站基本标准》规定要求。     

不同麻醉方法对髋关节置换术后红细胞内源性恢复的影响

目的 比较蛛网膜下腔-硬膜外腔联合阻滞（combined spinal—epidural anesthesia,CSEA）、静吸复合全麻（general anesthesia,GA）和全麻复合硬膜外麻醉（combined epidural and general anesthesia,CA）三种麻醉方法对髋关节置换术后病人红细胞总量恢复的影响。方法 48例ASAⅠ～Ⅲ级,拟行髋关节置换术患者随机分为CSEA、GA和CA三组,记录术中失血量,检测术前、术后第1、3、5d血常规,根据Nadler公式计算血容量．红细胞总量为血容量乘以单位红细胞计数。结果 三组病人术中失血量差异无统计学意义（F分别=0．22、0．25．P．均〉0．05）;术后第1天与术前相比,CSEA、GA、CA三组病人红细胞总量显著下降,差异均有统计学意义（t分别=3．65、3．48、3．66,P均〈0．05）。CSEA组与术前比较,术后第5天开始出现红细胞内源性恢复,差异有统计学意义（t=2．03,P〈0．05）,而GA、CA组比较,差异无统计学意义（t=0．08、0．09,P均〉0．05）,未出现红细胞内源性恢复。术后第3、5天CSEA组与GA、CA组比较,红细胞总量差异均有统计学意义（t分别=2．04、2．03、1．71、3．15,P〈0．05）。结论 CSEA下行髋关节置换术病人内源性红细胞总量的恢复较GA和CA组迅速。     

储存前去白细胞悬浮红细胞在保存期内质量变化的研究

目的 探讨储存前去白细胞悬浮红细胞在保存期内质量变化的研究.方法 选择20名符合《献血者健康检查要求》的献血者所献的400 mL全血,在24h内将其分成2份200 mL全血,将其中1份制备成红细胞悬液为对照组(n=20);另1份使用白细胞滤器去除白细胞后再制备成去白红细胞悬液为实验组(n=20),2组一起4±2℃保存.取采血后1d、7d、14 d、21 d、28 d、35 d对血标本作血常规(PBC、HGB、Hct、MCV)、生化(K+、Na+、Cl-)、血液流变学(全血粘度、全血还原粘度、红细胞聚集指数、红细胞刚性指数、红细胞变形指数、红细胞电泳指数)、红细胞渗透脆性、游离血红蛋白和储存期末溶血率检测.同时分别对2组数据进行统计学分析.结果 去白红细胞悬液组和红细胞悬液组的K+、游离血红蛋白和储存期末溶血率随着保存时间的延长而有所升高,2组数据在相同储存时间差别不显著(P＞0.05),均符合悬浮红细胞质量国家标准.红细胞聚集指数、红细胞刚性指数和红细胞电泳指数、全血粘度随着保存时间的延长而有所升高,在保存14 d后相同时间差别显著(P＜0.05),红细胞悬液组高于去白红细胞悬液组.全血还原粘度随着保存时间的延长而有所升高,在保存28 d后相同时间差别显著(P＜0.05),红细胞悬液组高于去白红细胞悬液组.其它指标变化不明显.结论 储存前去白细胞悬浮红细胞不仅白细胞滤除,红细胞的血流变学指标比未滤除的红悬液好,所以建议储存前滤白红悬液更能保证血液质量与安全.     

输血时茂菲氏滴壶内液面高度与红细胞损伤的研究

输血时，护士往往对操作是否正规、滴数是否适当以及输血后有无反应等方面较为重视，却忽视了茂菲氏滴壶内血平面调节是否适宜的问题。作者对此进行了研究。结果表明：茂菲氏滴壶内血平面调至２／３即正常状态时，红细胞损坏率明显降低。调至１／４状态时，红细胞损坏率较２／３状态时高１１．５５％。提示：由于振荡而致红细胞活力受损，应引起重视。     

Apheresis red blood cells associated with repeated hemolysis during blood priming of the Cellex Photopheresis System

Extracorporeal photopheresis (ECP) in young pediatric patients has a risk for procedural hypotension and anemia due to extracorporeal fluid shifts. A standard mitigation policy in these patients is to prime the device with packed red blood cells (RBC) or whole blood. We now report multiple episodes of hemolysis while attempting to prime the Therakos Cellex in a pediatric transplant patient undergoing a course of ECP for severe graft-vs-host-disease. Over the course of 40 ECP treatments, hemolysis was observed on five occasions. An extensive investigation found an association between hemolysis and apheresis RBC (A-RBC). Of 46 RBC units dispensed for blood priming, hemolysis occurred with 22% (4 of 18) of A-RBC and accounted for 80% (4 of 5) of all hemolysis episodes. Hemolysis was significantly higher with A-RBC when compared with RBC collected by whole blood donations (WB-RBC: 3.5% [1 of 28]; P = .049). A comparison of RBC attributes, including unit age, showed that hemolyzed A-RBC units tended to be younger than both nonhemolyzed RBC (6.5 vs 10.3 days, P = .018) and WB-RBC (8.5 days, P = .10). We hypothesize that A-RBC may exhibit “sublethal” RBC damage following prior exposure to centrifugal shear and negative forces at the time of collection, leading to a decrease in RBC deformability and increased susceptibility to hemolysis. This is the first report showing an increased susceptibility to hemolysis with A-RBC during priming of the Cellex.