利用CRISPR/Cas9敲除葡萄VviPDS1基因的研究

选择葡萄八氢番茄红素脱氢酶(Phytoene desaturase)基因VviPDS1为靶标,利用CRISPR/Cas9系统构建基因敲除载体,瞬时转化葡萄叶片原生质体,检测到不同类型的突变。通过农杆菌介导转化‘无核白’葡萄胚性愈伤组织,筛选获得卡那霉素抗性植株71株。经PCR鉴定,其中53株为阳性植株,阳性率为74.64%。测序结果表明,共有20株在靶点发生不同类型的突变,编辑效率为37.74%;其中9株产生了双等位基因突变。对其进行氨基酸序列预测,在第202位氨基酸之后发生了不同程度的变异。利用CRISPR/Cas9系统敲除VviPDS1获得的突变体植株呈现整体矮化,其叶片出现不同程度白化。表明CRISPR/Cas9系统可以通过细胞中的瞬时或稳定表达进行基因编辑,可以实现在葡萄编辑植株中产生纯合敲除。     

利用CRISPR/Cas9技术敲除青花菜BoSP11创制自交亲和系

通过CRISPR/Cas9技术敲除SRK基因或者SP11基因可以直接将甘蓝类蔬菜自交不亲和材料改造成自交亲和材料。本研究中根据全基因组重测序获得青花菜(Brassica oleracea var.italic) BoSP11基因序列,构建双靶位点的CRISPR/Cas9基因编辑载体,利用农杆菌介导的遗传转化法对BoSP11进行敲除。结果显示,获得的29株转基因植株中有23株发生基因突变,编辑效率为79.3%。TA克隆测序结果表明有4株为纯合突变,19株为杂合突变。统计纯合突变T₀代自交结籽情况发现花期自交亲和指数高达6.82,为目前所报道的能获得的亲和性最高指数。T₁代植株在隔离大棚中通过蜜蜂授粉平均单株采收种子24.8 g,完全实现不需要人工干预完成亲本材料的自交繁育。     

应用CRISPR/Cas9体系对番茄PSY 1基因的定点编辑

基于NCBI数据库提供的番茄八氢番茄红素合成酶基因(PSY 1)全长,并根据基因序列中PAM(proto adjacent motif)的位置设计特异性sg RNA,构建CRISPR/Cas9 Level 1、Level 2载体;将设计好的载体转化农杆菌,继而转染番茄子叶,利用PCR产物测序法检测sg RNA在番茄基因组中的敲除效率。结果表明,36个转基因植株中有22个PSY 1基因目标区出现不同数目的碱基缺失、增加或互换,初步估计基因敲除效率为61%。本试验在番茄中初步建立了CRISPR/Cas9介导的基因敲除技术,该技术能够稳定的在番茄中实现基因敲除。     

高效的西瓜CRISPR/cas9基因敲除技术

<正>目的与意义:基因编辑技术在植物基因功能鉴定以及重要农艺性状突变获得方面具有重要应用价值。CRISPR/Cas9基因编辑技术已应用于许多植物物种,成功实现了靶点突变。然而,目前在西瓜上还没有CRISPR/Cas9基因编辑技术相关的研究报道,该技术能否成功应用于西瓜研究及育种仍未可知。以西瓜的ClPDS基因(编码八氢番茄红素脱     

利用CRISPR/Cas9系统敲除葡萄中VviEDR2提高对白粉病的抗性

利用CRISPR/Cas9系统定点编辑葡萄白粉病感病基因VviEDR2（Enhanced disease resistance 2），在VviEDR2的DUF1336结构域设计靶位点VviEDR2-T1，构建CRISPR/Cas9敲除载体，通过农杆菌介导法转化‘无核白’葡萄胚性愈伤组织。对PCR阳性植株进行靶位点扩增测序，结果表明，共有8个转基因植株在靶位点处发生不同类型的双等位基因突变，编辑效率为32%；突变体植株生长势较弱，叶片较小，茎秆丛生、细弱。进一步对突变体植株进行抗病检测，结果表明，接种葡萄白粉菌（Erysiphe necator Schw.）5 d后，突变体植株叶片上白粉菌孢子仅能萌发出少量较短初级菌丝，表皮细胞产生大量明显的H2O2，而野生型叶片中白粉菌萌发出大量初级菌丝、次级菌丝和吸器，无明显H2O2产生。这些结果表明，可以利用CRISPR/Cas9技术编辑葡萄感病基因VviEDR2，提高葡萄白粉菌抗性。     

利用CRISPR/Cas9技术创制番茄粉果和无绿肩材料

以栽培番茄品种（系）Ailsa Craig(AC)、B5和B9为试材，利用CRISPR/Cas9双元表达载体系统，对番茄品质调控关键基因SlGLK2和SlMYB12进行定点敲除。获得AC背景下SlGLK2和SlMYB12的基因编辑植株各9株，B5背景下SlGLK2的基因编辑植株3株，B9背景下SlMYB12的基因编辑植株4株。通过对靶点测序发现，在靶位点的PAM上游3～4 bp处发生了不同形式的碱基缺失、插入或替换，主要以1～10 bp的缺失和单碱基G和T的插入为主；也产生了两靶点间的大片段缺失，最大片段为334 bp。AC背景下敲除SlMYB12产生粉色果实，敲除SlGLK2基因，果实肩部的绿色明显变浅，B5背景下的3株基因编辑番茄均无“绿肩”。本研究中利用CRISPR/Cas9技术在不同番茄种质中成功创制了敲除SlGLK2或SlMYB12的基因编辑材料，以期为番茄品质育种提供优良种质。     

利用发根农杆菌体系检测西瓜CRISPR/Cas9系统的靶位点

西瓜遗传转化技术周期长,过程复杂,CRISPR/Cas9基因编辑系统又存在着一定的脱靶效应,为了保障所选择的靶位点的可行性,本研究选择西瓜ClSPO11-1基因(ID:Cla003301)为靶标,利用CRISPR/Cas9基因编辑系统构建双靶点的基因敲除载体,利用发根农杆菌Ar. Qual菌株侵染西瓜子叶外植体,通过简单的组培过程,使西瓜外植体长出不定根,在不定根中检测到了在靶位点1处发生了不同程度的碱基缺失,经过与野生型氨基酸序列比对分析后发现均造成了翻译提前终止和氨基酸的突变,成功实现了对西瓜不定根的基因编辑,该方法周期短,操作简便,实现了快速鉴定在西瓜中选择的靶位点的靶向效率,为研究西瓜基因功能和遗传改良提供了保障。     

基于CRISPR/Cas9技术研究金针菇冷诱导结实基因HK1和HK2的编辑转化系统

对金针菇(Flammulina velutipes)冷诱导相关的组氨酸激酶基因HK1和HK2构建了基因组编辑(CRISPR/Cas9)pgfvs-Cas9-HK1-gRNA和pgfvs-Cas9-HK2-gRNA表达载体,探索了金针菇菌丝体及原生质体对潮霉素的最低敏感浓度,利用PEG介导的方法将表达载体pgfvs-Cas9-HK1/HK2-gRNA转化金针菇原生质体,经潮霉素筛选后的拟转化子再进行PCR鉴定。结果显示:金针菇菌丝体及原生质体对潮霉素的最低敏感浓度均为50μg/mL;经潮霉素筛选后的部分拟转化子成功扩增出Cas9的部分片段,携带有HK1、HK2基因载体的Cas9蛋白基因成功整合到了金针菇的基因组中,两个表达载体转化率分别为24.1%和12.5%。     

CRISPR/Cas9技术在天目地黄RcPDS1基因编辑中的应用

为了研究CRISPR/Cas9技术在天目地黄基因编辑中的应用，克隆了天目地黄（Rehmannia chingii）的八氢番茄红素脱氢酶基因（Rc PDS1），利用PCR方法扩增其c DNA序列和基因组DNA序列。通过构建单靶点CRISPR/Cas9载体，利用根癌农杆菌介导的遗传转化方法侵染天目地黄无菌苗叶盘，通过TA克隆测序法分析基因编辑的类型。结果显示，克隆获得了1个天目地黄Rc PDS1的全长c DNA序列，其具有1个长度为1 743 bp的开放阅读框，编码580个氨基酸残基，基因组DNA序列长度8 041 bp，包含14个内含子和15个外显子。通过遗传转化共获得57个转基因再生株系，其中具明显白化表型的株系有20个（35.09%）。TA克隆测序结果显示，Rc PDS1靶位点突变类型主要包括碱基缺失、替换和插入。利用CRISPR/Cas9基因编辑技术在天目地黄中成功实现了对Rc PDS1基因的靶向敲除。     

CRISPR/Cas9基因编辑技术在果树作物中的应用研究进展北大核心CSCD

成簇规律间隔短回文重复序列(clustered regularly interspaced short palindromic repeats,CRISPR)/CRISPR相关蛋白9(Cas9)已成为一种有价值的基因组编辑工具,能够在特定选择的位点改变DNA序列,可以在作物基因组的靶点位置精确地实现删除、替换或插入特定序列,引入理想的目标性状。该工具具有简单、高效、成本低以及功能强大等特性,在柑橘、葡萄、香蕉和草莓等果树中已实现多种类型的应用,包含产生白化表型、调控童期和花期、调控果实品质以及创造矮化和抗病虫害品种等。综述了CRISPR/Cas9系统及其作用过程,介绍了新开发的精准编辑技术,包括单碱基编辑器、引导编辑及CRISPR/Cpf1多基因编辑系统,并详细阐述了CRISPR/Cas9系统在果树基因组编辑中的应用进展,包括果树种类、目标基因及目标性状等,归纳了CRISPR/Cas9系统实现高效编辑所遇到的遗传转化和再生体系、脱靶效应和启动子选择问题,最后提出了不断优化遗传转化和再生体系、合理选择靶位点和设计sgRNA、植物内源启动子及新编辑技术的解决策略。     

CRISPR/Cas9介导柑橘CsLOB1基因启动子的多位点编辑

为了获得CsLOB1启动子较大片段删除的突变体,利用CRISPR/Cas9技术对CsLOB1启动子进行多位点编辑。通过在CsLOB1启动子的EBEPthA4区域及其上、下游设计不同的靶标位点,构建了2个植物表达载体pCas9CsLOB1:2sites和pCas9CsLOB1:3sites,分别对CsLOB1启动子同时进行2个位点和3个位点的编辑。测序结果表明pCas9CsLOB1:2sites和pCas9CsLOB1:3sites的基因编辑效率分别为64.7%和80.0%,突变体植株在2个sgRNA之间发生了DNA片段的删除。进一步的分析发现,不同的sgRNA具有不同的突变效率,其差异是由于不同的sgRNA对CsLOB1-识别和结合能力的差异造成的。本结果表明对CsLOB1启动子进行多位点编辑可以获得删除较大DNA片段的突变体。     

Construction of SETD2 gene knockout nasopharyngeal carcinoma cell strains using CRISPR/Cas9 technique and analysis of their proliferation property

AIM:To establish SETD2 gene knockout nasopharyngeal carcinoma (NPC) cell strains based on CRIPSR/Cas9 technique and to analyze their proliferation characteristics. METHODS:Sub-quantitative RT-PCR and Western blot were used to detect the expression of SETD2 in immortalized nasopharyngeal epithelial cell line NP-69, well differentiated NPC cell line CNE1, poorly-differentiated NPC cell line CNE2Z and undifferentiated NPC cell line C666-1, and the SETD2 high expression cell line CNE1 was screened. The proliferation ability of CNE1 cells before and after the SETD2 gene knockout was analyzed by CCK-8 and colony formation assay. The cell cycle distribution was detected by flow cytometry, and the expression of cell cycle-related proteins was detected by Western blot. RESULTS:Compared with NP-69 cells, the expression of SETD2 was decreased gradually in CNE1, CNE2Z and C666-1 cells (P<0.01). Based on the CRISPR/Cas9 technique, 2 monoclonal cell strains with SETD2 gene stable knockout, named CNE1-SETD2-KO-#5 and #9, were successfully screened from total 15 monoclones. The results of CCK-8 and plate colony formation assay confirmed that the proliferation ability of CNE1-SETD2-KO-#5 and #9 cells was significantly enhanced compared with CNE1-WT cells (P<0.05). The results of flow cytometry analysis showed that the G₁ phase of CNE1-SETD2-KO-#5 and #9 cells was decreased, while the G₂/M and S phases were increased significantly (P<0.05). The results of Western blot confirmed the increases in the protein levels of proliferating cell nuclear antigen (PCNA), cyclin D1, cyclin B1, cyclin A2, cyclin E1, cyclin-dependent kinases 2 (CDK2) and CDK4, and the decrease in the protein level of p21 after SETD2 gene knockout (P<0.05). CONCLUSION:The NPC cell strains with SETD2 gene knockout were successfully constructed based on CRISPR/Cas9 technique. SETD2 expression correlates with cell differentiation status in the NPC cells. SETD2 gene knockout promotes NPC cell proliferation by up-regulating cyclin D1, cyclin B1, cyclin A2, cyclin E1, CDK2 and CDK4, and down-regulating p21 expression.     

A simple and efficient CRISPR/Cas9 platform for induction of single and multiple,heritable mutations in barley (<Emphasis Type="Italic">Hordeum vulgare</Emphasis> L.)

Background

Genome editing of monocot plants can be accomplished by using the components of the CRISPR/Cas9 (clustered regularly interspaced short palindromic repeat/CRISPR associated Cas9) technology specifically optimized for these types of plants. Here, we present the development of RNA-guided Cas9 system for simplex and multiplex genome editing in barley.

Results

We developed a set of customizable RNA-guided Cas9 binary vectors and sgRNA modules for simplex and multiplex editing in barley. To facilitate the design of RNA-guided Cas9 constructs, the pBract derived binary vectors were adapted to Gateway cloning and only one restriction enzyme was required for construction of the sgRNA. We designed a synthetic, codon optimized Cas9 gene containing the N terminal SV40 nuclear localization signal and the UBQ10 Arabidopsis 1st intron. Two different sgRNAs were constructed for simplex editing and one polycistronic tRNA-gRNA construct (PTG) for multiplex editing using an endogenous tRNA processing system. The RNA-guided Cas9 constructs were validated in transgenic barley plants produced by Agrobacterium-mediated transformation. The highest mutation rate was observed in simplex editing of the cytokinin oxidase/dehydrogenase HvCKX1 gene, where mutations at the hvckx1 locus were detected in 88% of the screened T₀ plants. We also proved the efficacy of the PTG construct in the multiplex editing of two CKX genes by obtaining 9 plants (21% of all edited plants) with mutations induced in both HvCKX1 and HvCKX3. Analysis of the T₁ lines revealed that mutations in the HvCKX1 gene were transmitted to the next generation of plants. Among 220 screened T₁ plants we identified 85 heterozygous and 28 homozygous mutants, most of them bearing frameshift mutations in the HvCKX1 gene. We also observed independent segregation of mutations and the Cas9-sgRNA T-DNA insert in several T₁ plants. Moreover, the knockout mutations of the Nud gene generated phenotype mutants with naked grains, and the phenotypic changes were identifiable in T₀ plants.

Conclusions

We demonstrated the effectiveness of an optimized RNA-guided Cas9 system that can be used for generating homozygous knockout mutants in the progeny of transgenic barely plants. This is also the first report of successful multiplex editing in barley using a tRNA processing system.

     

二倍体马铃薯StBRC1a功能缺失突变体的获得及其功能分析

为研究二倍体马铃薯TCP转录因子基因StBRC1a的功能，在二倍体马铃薯Solanum tuberosum group phureja S15-65中对StBRC1a进行了克隆，发现StBRC1a有两个不同长度的转录本，分别命名为StBRC1aL与StBRC1aS。序列分析后发现，二者均具有TCP转录因子家族特有的由59个氨基酸组成的非典型碱性—螺旋—环—螺旋（bHLH）结构域及1个R结构域。通过构建系统演化树发现，StBRC1aL和StBRC1aS与番茄的SlBRC1a具有最近的亲缘关系，同属于CYC/TB1类TCP转录因子。组织特异性表达分析的结果表明StBRC1aL与StBRC1aS在腋芽中特异性的高表达。通过CRISPR/Cas9系统构建StBRC1a功能缺失的纯合突变体后发现，与野生型相比突变体植株表现为分枝显著增多的表型，说明StBRC1a对于二倍体马铃薯的分枝具有抑制作用。     

农杆菌介导的Cas9基因转化金针菇的研究

将酿脓链球菌(Streptococcus pyogenes)Cas9序列(SpCas9序列,Addgene#43802)根据金针菇(Flammulina velutipes)的密码子偏好性进行优化,并构建FvCas9双元表达载体,利用农杆菌介导法转化金针菇单核体Dan3,经抗性培养基筛选以及潮霉素和Cas9基因PCR扩增验证,结果显示Cas9基因已经成功转入金针菇菌丝体中,转化率为6.84%。