CRISPR/Cas9结合Cre-loxP技术制备溴结构域蛋白4基因敲除小鼠

背景:目前CRISPR/Cas9结合Cre-loxP技术制备溴结构域蛋白4(bromodomain-containing protein 4,BRD4)基因敲除小鼠的实验方法非常少见.目的:运用CRISPR/Cas9技术敲除小鼠基因组中BRD4基因片段,构建BRD4基因敲除小鼠.方法:根据BRD4基因的外显子序列,设计...     

利用CRISPR/Cas9技术构建DOC-1R基因敲除的HEK-293稳转细胞系

目的利用CRISPR/Cas9技术敲除人胚肾(human embryonic kidney cell,HEK-293)细胞中DOC-1R,构建DOC-1R敲除的HEK-293稳转细胞系,用于进一步讨论DOC-1R的生物学功能。方法根据CRISPR/Cas9设计原则,设计向导RNA(single-guide RNA,sgRNA),构建表达载体,对sgRNA测序并转染包装HEK-293T收集上清液测定病毒滴度。前期用Cas9-puro慢病毒感染HEK-293,用已制备的DOC-1R慢病毒感染稳转Cas9的HEK-293,72 h后显微镜下观察HEK-293表达红色荧光蛋白,并用Western blot检测HEK-293中DOC-1R的表达以确定沉默效果。结果测序显示插入的sgRNA序列正确,表达载体成功构建,显微镜下观察到,90%以上HEK-293表达红色荧光蛋白,HEK-293中DOC-1R蛋白表达减少,确定了DOC-1R敲除效果最明显的序列为GCCTACCTATGCTGGCAGCA。结论利用CRISPR/Cas9技术成功构建DOC-1R基因敲除的细胞系,为进一步研究该基因的功能奠定了基础。     

CRISP R/Cas9介导下敲除KNDC1的人脐静脉内皮细胞具有抗衰老能力

目的利用CRISPR/Cas9基因编辑技术敲除人脐静脉内皮细胞(HUVECs)的KNDC1并观察其抗衰老能力。方法通过在线软件设计靶向于KNDC1外显子1、2、3的5个sgRNAs,并将其构建到CRISPR/Cas9载体中;经测序确认序列正确后,将重组质粒转染HeLa细胞和HUVECs,48 h后用real-time PCR和Western blot分别检测KNDC1 mRNA和蛋白表达水平;用SA-β-gal染色检测细胞衰老情况;用2, 7-二氯二氢荧光素二乙酸酯(DCFH-DA)荧光探针检测细胞内活性氧水平。结果测序结果显示,设计的5个sgRNAs全部插入到了CRISPR/Cas9载体中,序列正确,构建成功。将5个重组质粒转染到HeLa细胞后发现第4和5号载体敲除效率较高,接下来将4和5号重组质粒转染到HUVECs中,发现与转染对照质粒相比,转染了4和5号重组质粒的HUVECs KNDC1 mRNA及蛋白表达水平显著降低(P0.05),衰老HUVECs数量和细胞内活性氧水平明显减少。结论利用CRISPR/Cas9技术能有效敲除HUVECs的KNDC1,敲除KNDC1的HUVECs具有抗衰老能力。     

CRISPR/Cas9在免疫细胞基因编辑中的应用

CRISPR/Cas系统是最近几年才被发现的,它是基于RNA来控制细菌与古细菌中病毒与质粒的入侵.在有CRISPR/Cas免疫系统的原核生物基因中发现了短的重复序列和来自于CRISPR基因座的小RNA,它能引导Cas9蛋白去识别与降解入侵的核苷酸序列.目前,CRISPR/Cas9系统已迅速革新基因工程这片领域,让研究者可以相对轻松地改变多种生物的基因组,而且在免疫系统中能通过编辑免疫细胞达到缓解疾病的程度.     

基于CRISPR-Cas9的痘苗病毒高效重组体系的建立

目的:利用规律成簇间隔短回文重复序列(clustered regularly interspaced short palindromic repeats,CRISPR)-CRISPR相关蛋白9(CRISPR associated protein 9,Cas9)技术对痘苗病毒(vaccinia virus, VACV)胸...     

利用CRISPR/Cas9系统构建水通道蛋白9基因敲除小鼠

目的 利用CRISPR/Cas9系统敲除小鼠水通道蛋白9(AQP-9)基因,构建稳定敲除AQP-9基因的纯合子AQP-9-/-小鼠.方法 根据CRISPR/Cas9靶点设计原则,在Ensembl数据库上找到AQP-9基因序列的外显子区域,综合分析选定AQP-9-202的公共外显子2,前期在其两边设计7个小向导RNA (...     

利用CRISPR/Cas9技术繁育基因修饰猪在医学领域的研究进展

猪在解剖学、生理病理学、营养代谢和疾病特征等方面都与人类相似度较高,基因修饰猪现已是疾病发生机制、病理毒理研究、治疗药物评估等众多领域所需的重要动物模型。但是大型基因修饰动物模型生产难度大、步骤繁琐、耗时长、成本高昂。随着基因编辑技术的突破,规律性短重复回文序列簇(CRISPR)和CRISPR相关蛋白9(Cas9)构成的CRISPR/Cas9技术大大提高了基因突变效率,降低了基因修饰动物模型的造模成本,同时简化了步骤,推进了基因修饰猪的广泛应用。本文主要综述了基因修饰猪的生产方法以及利用CRISPR/Cas9技术生产人类疾病动物模型猪的研究进展。     

CRISPR质粒和同源重组模板的共转染可降低CRISPR/Cas9系统的基因编辑效率

目的探讨CRISPR质粒和同源重组模板的共转染对CRISPR/Cas9系统的基因编辑效率的影响以及可行的解决办法。方法用T7E1内切酶实验和RT-qPCR检测只转染CRISPR质粒组和质粒和模板共转染组细胞内Cas9的切割效率,Cas9 RNA和DNA水平的差异;RT-qPCR检测降低共转染的模板DNA的数量时,细胞内Cas9 DNA和RNA水平的变化;RT-qPCR和T7E1内切酶实验检测先转染CRISPR质粒后转染同源重组模板时,细胞内Cas9 DNA和RNA水平以及切割效率的变化。结果与只转染CRISPR质粒组相比,CRISPR质粒和同源重组模板的共转染显著降低了CRISPR质粒的转染效率(P0.001)和Cas9的切割效率(P0.001)。而先转染质粒后转染同源重组模板组和只转染质粒组在CRISPR质粒的转染效率和Cas9的切割效率差别无统计学意义。结论 CRISPR质粒和同源重组模板的共转染降低了CRISPR/Cas9系统的基因编辑效率,而先转染质粒后转染同源重组模板可以解决这一问题。     

CRISPR/Cas9技术在宫颈癌治疗中的应用进展

宫颈癌是世界上女性癌症排名第4位的恶性肿瘤, 严重威胁女性的健康。宫颈癌患者的主要治疗方案为手术或同步放化疗, 随着医学研究的发展, 研究者们致力于探究更为有效、特异的治疗方案, 以期增加宫颈癌的治疗策略和提高治疗效果。簇状规则间隔短回文重复序列(CRISPR)/CRISPR相关蛋白9(Cas9)技术是Cas9蛋白利用向导RNA(gRNA)的引导进而靶向目标基因, 实现对目标基因精准编辑的方法。目前, CRISPR/Cas9技术已成为一种很有前途的强大基因编辑工具, 是一种新的有效的靶向治疗方法, 且被应用于多种肿瘤的治疗中。主要从作用靶点、联合治疗策略以及相关耐药基因筛选等方面对CRISPR/Cas9技术在宫颈癌治疗中的研究进展进行综述, 以期为宫颈癌的治疗提供新的策略。     

CRISPR/Cas9系统在传染病诊疗中的应用进展北大核心CSCD

CRISPR/Cas系统是一种源自细菌和古细菌的适应性免疫系统,经人工改造后发展成为一种强大的基因编辑工具,使基础科学研究发生了革命性的变化。其中,CRISPR/Cas9系统是研究最为深入、发展最快的一种。随着CRISPR/Cas9系统的不断发展,越来越多关于CRISPR/Cas9系统的疗法进入临床试验。本文简要介绍CRISPR/Cas9系统的结构和作用机制,并对其在传染病诊疗中的应用进行综述。     

Rho GDI与肿瘤

RhoGDP解离抑制剂(RhoGDPdissociationinhibitor,RhoGDIs)是Rho鸟苷三磷酸酶(RhoGTPases)活化的中心调节因子。Rho GDI家族主要有Rho GDIα,Rho GDIβ和Rho GDIγ。Rho GDI通过与P21激酶1,原肌球蛋白相关激酶B受体T1,神经介素U,肉瘤病毒原癌基因,细胞分裂周期蛋白42,X连锁凋亡蛋白,磷酸化的视网膜母细胞瘤蛋白等多种蛋白及Rho GTPases的相互作用,在多种肿瘤的发生、发展与转移过程中起着重要作用。     

利用CRISPR/Cas9技术构建FARS2基因定点突变的大鼠模型

目的:利用CRISPR/Cas9技术构建FARS2基因特定位点突变的大鼠模型。方法:根据FARS2基因序列,设计FARS2基因特异性的单链向导RNA(sgRNA)引物序列并克隆入p U57-T7-GDNA载体。利用T7 RNA聚合酶体外转录sgRNA和Cas9 mRNA。将体外转录的sgRNA/Cas9 mRNA显微注射入SD大鼠受精卵,通过PCR和基因测序对FARS2基因特定位点突变进行检测和鉴定。繁育FARS2基因敲除大鼠并分析后代突变情况。结果:基因测序证实成功构建表达sgRNA载体,成功将sgRNA和Cas9 mRNA直接注射入大鼠受精卵。基因测序鉴定获得5只F0代初建鼠。DNA测序结果证实5号大鼠(ID#5)发生了gac tac突变,该突变并可遗传至子代大鼠。结论:利用CRISPR/Cas9技术成功制备FARS2基因定点突变的大鼠模型,为进一步研究FARS2的功能奠定了基础。     

靶向猪基因组单链向导RNA快速筛选以及利用图案微阵列收获单克隆细胞的研究

规律性短重复回文序列簇(CRISPR)和CRISPR辅助蛋白9(Cas9)构成的CRISPR/Cas9基因编辑技术快速推进了基因修饰猪作为医学研究模式动物的广泛应用。而高效的靶基因单链向导RNA(sgRNA)是利用CRISPR/Cas9技术进行基因编辑成功的关键,对于猪等繁殖周期较长的大动物,则需要在实施动物实验前,在体外筛选出高效的sgRNA以避免时间和资源成本浪费。另外,如何高效获得阳性基因编辑单克隆细胞是目前尚待解决的难题。本研究建立了靶向猪基因组的sgRNA快速筛选方法,利用荧光载体富集基因编辑细胞,同时探索利用图案微阵列培养技术快速获得单克隆细胞的方法,在此基础上高效获得延胡索酰乙酰乙酸酶(Fah)基因编辑细胞,为后续生产作为人类肝细胞生物反应器的Fah基因敲除猪奠定基础。     

CRISPR/Cas9技术敲除RAW264.7细胞的GPR43基因抑制其对肺炎克雷伯菌的吞噬功能

目的利用成簇的规律间隔的短回文重复序列/Cas9核酸酶(CRISPR/Cas9)技术构建稳定敲除G蛋白偶联受体43(GPR43)基因的RAW264.7细胞系,探究GPR43基因在肺炎克雷伯菌感染过程中的作用机制。方法设计3对针对GPR43基因的小导向RNA(sgRNA),将sgRNA插入pLenticrisprV2质粒中,利用慢病毒包装系统包装含有sgRNA的重组质粒pLenticrisprV2;将病毒感染RAW264.7细胞,嘌呤霉素筛选单克隆细胞;将扩增的单克隆细胞提取基因组DNA,测序GPR43基因相关序列并与野生型GPR43基因进行比对,确认敲除成功的细胞株(GPR43~(-/-) RAW264.7细胞), Western blot法检测GPR43蛋白水平。肺炎克雷伯菌感染GPR43~(-/-) RAW264.7细胞,实时定量PCR法检测细菌感染后细胞内白细胞介素1β(IL-1β)、 IL-6和肿瘤坏死因子α(TNF-α)表达水平的变化,并观察敲除GPR43后, RAW264.7细胞吞噬能力的变化。结果挑选的单克隆细胞经Western blot验证GPR43蛋白不表达,并且DNA测序结果显示在sgRNA插入位置缺失34个碱基,证明成功敲除GPR43基因。GPR43~(-/-) RAW264.7细胞感染肺炎克雷伯菌后,细胞中的IL-1β、 IL-6和TNF-α表达水平均低于对照组,且GPR43~(-/-) RAW264.7细胞对肺炎克雷伯菌的吞噬能力降低。结论 CRISPR/Cas9技术敲除GPR43基因,抑制其对肺炎克雷伯菌的吞噬功能及炎性细胞因子的产生。     

利用CRISPR/Cas9构建R778L类型肝豆状核变性疾病小鼠模型

目的利用CRISPR/Cas9介导的基因编辑系统构建针对人肝豆状核变性R778L突变类型的R780L突变小鼠。方法通过BLAST比对人和小鼠中ATP7B基因和蛋白的序列,证明二者保守性。通过CRISPR/Cas9系统进行小鼠受精卵显微注射,并对小鼠肝豆状核变性症状进行病理和生理学检测。结果人和小鼠中ATP7B基因和蛋白的序列高度保守。通过CRISPR/Cas9技术成功获得纯合的R780L突变小鼠,该小鼠存在明显的肝脏铜离子淤积以及血清ALT、AST的升高且未发现有可检测出的脱靶效应。结论成功利用CRISPR/Cas9介导的基因敲入系统构建了针对人肝豆状核变性R778L类型的R780L突变小鼠模型。     

基于CRISPR/Cas9系统的HEK293T细胞DMD基因第51号外显子的靶向敲除

目的应用CRISPR/Cas9基因编辑技术,完成HEK293T细胞中DMD基因第51号外显子(exon51)高效的靶向敲除。方法设计靶向人DMD基因exon51 5'端及3'端的sgRNA并克隆至CRISPR/Cas9载体质粒PX459中,转染至HEK293T细胞后,提取基因组DNA并使用Surveyor法检测切割活性;使用目标外显子两端切割活性最高的sgRNA构建PX459-2sgRNA质粒,转染至HEK293T细胞后用PCR及T载体测序检测靶向外显子切除情况。结果50%的HEK293T细胞中DMD基因exon51被定向切除,编辑效率较高。结论建立使用CRISPR/Cas9单质粒敲除人DMD基因exon51的平台,为DMD及其他遗传病的基因治疗研究奠定实验基础。     

应用CRISPR/Cas9系统构建Rev-erbβ基因敲除的HEK293细胞系

目的利用成簇的、规律间隔的短回文重复序列/Cas9核酸酶(CRISPR/Cas9)基因组编辑技术,构建Rev-erbβ基因敲除的HEK293细胞系。方法通过单向导RNA(sgRNA)介导Cas9蛋白对目的基因靶位点DNA进行特异性的切割,然后经DNA同源重组单向导RNA或非同源末端连接方式进行修复,以实现对Rev-erbβ基因进行敲入、敲除修饰操作的目的。首先,针对Rev-erbβ基因设计4个sgRNA,经筛选选择活性较高的sgRNA1及sgRNA2用于构建p CMV-h Cas9-U6-Rev-erbβsgRNA1sgRNA2串联载体。然后将p CMV-h Cas9-U6-Rev-erbβsgRNA1sgRNA2和p Ad-E1/hRev-erbβdonor质粒载体共转染至HEK293细胞,通过药物筛选、克隆化及序列测序获得整合有外源供体基因片段的一条链,另一条链为片段缺失的Rev-erbβ基因完全敲除的HEK293(Rev-erbβ-/-)细胞系。最后通过用Western blot法和实时定量PCR对敲除Rev-erbβHEK293细胞系(C3-6)进行检测。结果敲除Rev-erbβ基因的HEK293细胞系中均未检测到Rev-erbβmRNA和蛋白质的表达。结论利用CRISPR/Cas9技术,成功构建了基因定点修饰和敲除的Rev-erbβ-/-HEK293细胞系,为Rev-erbβ的功能和作用机制研究提供有效工具。     

CRISPR/Cas9基因编辑技术在蚊媒研究中的应用

蚊虫不仅吸血骚扰,而且传播多种疾病,迄今依然是世界性的严重的公共卫生问题。近年来,新型虫媒病不断出现,传统的虫媒病死灰复燃,给蚊媒控制带来了新的挑战。随着基因编辑技术的出现与发展,特别是成簇的规律间隔短回文重复序列系统(Clustered regularly interspaced palindromic repeats-CRISPR associated sequences 9, CRISPR/Cas9)的出现,为开展蚊虫生理、生化、发育、宿主与病原体关系等诸多方面分子生物基础研究提供了靶标特异性的修饰工具,给蚊媒控制技术的发展带来了新的契机。本文主要针对CRISPR/Cas9技术在蚊媒研究领域的应用现状及进展进行综述,并探讨CRISPR/Cas9技术在蚊媒传染病防治的实际应用中所面临的问题,为蚊媒防治措施的应用及改进提供理论参考。     

CRISPR / Cas9 技术构建小鼠癌症模型的初步研究进展

<正>CRISPR(Clustered regularly interspaced short palindromic repeats)首次在K12大肠杆菌的碱性磷酸酶基因位点附近发现,后统一称为规律成簇间隔短回文重复序列,是在大多数细菌、古细菌中广泛存在的一类独特的DNA规律性重复序列~[1]。Cas(CRISPR-associated)基因是位于CRISPR区域临近处的蛋白质编码基因,而且相对保守。Cas基因可与CRISPR转录出的RNA结合并形成核糖核蛋白     

构建模拟人致病位点突变的靶向小鼠Krt14的CRISPR/Cas9系统

目的建立可模拟人类KRT14强致病位点突变的高效靶向小鼠Krt14的CRISPR/Cas9系统。方法本研究通过检索多个数据库筛查人类单纯性大疱性表皮松懈症(EBS)致病的基因KRT14强致病突变位点,并通过人和小鼠KRT14蛋白序列比对分析将筛查到的强致病位点定位于小鼠基因组上。根据CRISPR/Cas9系统的基因打靶原理,设计了4个靶向小鼠Krt14的单导RNA(sgRNA),并对应构建了4个sgRNA表达质粒。将sgRNA表达质粒分别与Cas9表达质粒共转染小鼠NIH 3T3细胞,转染细胞经过药物筛选、PCR扩增产物测序、TA克隆测序等实验验证4个sgRNAs的打靶效率。结果根据数据库筛查结果判定人KRT14蛋白的p.Arg125位点为强致病位点,与小鼠KRT14蛋白的p.Arg131位点相对应;根据小鼠p.Arg131位点的DNA序列,成功构建了4个靶向该位点的sgRNA表达质粒;药筛阳性细胞打靶位点的PCR扩增产物测序表明4个位点均发生了突变;TA克隆测序结果表明4个位点的突变效率分别为70%、90%、65%和100%。结论根据数据库筛查的人KRT14强致病位点,成功构建了高效靶向小鼠Krt14的CRISPR/Cas9系统,为深入研究KRT14的功能以及建立KRT14基因编辑小鼠模型、探讨疾病的机制和治疗方法奠定基础。